Восстановление дефекта нерва с помощью имплантата ствола нерва, содержащего фиброин шелка, в эксперименте

ВВЕДЕНИЕ. Актуальность исследования обусловлена постоянным ведением по всему миру военных конфликтов и высокотехнологичных локальных войн с применением современных кассетных боеприпасов и различных ракет. При этом увеличилось количество травм крупных нервов конечностей, часто с образованием больших дефектов нервных стволов. Одним из способов восстановления анатомической целостности поврежденных нервов является соединение проксимального и дистального концов нерва с помощью различных по размерам кондуитов из биодеградирующих материалов биологического и синтетического происхождения.

ЦЕЛЬ. Оценить возможность и эффективность восстановления утраченной при травмах иннервации тканей после замещения обширных дефектов нервов кондуитами на основе поликапролактона с коллагеновым гелем и нитями фиброина шелка в эксперименте на лабораторных животных.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ. В условиях эксперимента на 10 лабораторных животных (крысах) выполнено моделирование обширного дефекта седалищного нерва с последующим его замещением с помощью поликапролактона с коллагеновым гелем и нитями фиброина шелка. Результаты функционального состояния восстановленных нервов в послеоперационном периоде оценивали экспериментально-клиническими, электрофизиологическими и морфологическими методами.

РЕЗУЛЬТАТЫ. При анализе особенностей поведения лабораторных животных в послеоперационном периоде установлено, что после 1,5 месяца после операции животные практически в полном объеме пользовались конечностью, где выполнялась пластика кондуитом седалищного нерва. На основании результатов стимуляционной электронейромиографии у животных опытной группы отмечали восстановление М-ответов, амплитуда которых нарастала. После эвтаназии животных во время забора кондуита в области экспериментального оперативного вмешательства вокруг него не было выраженных рубцово-спаечных изменений, кроме того, отмечались признаки биодеградации имплантата. При морфологическом исследовании выявлено прорастание аксонов из проксимального конца седалищного нерва в дистальный.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ. При замещении дефекта нерва с помощью кондуита, состоящего из поликап с коллагеновым гелем и нитями фиброина шелка, мы установили прорастание аксонов из проксимального конца седалищного нерва в дистальный. Реакции окружающих тканей в месте имплантации кондуита в виде признаков воспаления и формирования грубых рубцов не выявили, отмечали признаки биодеградации имплантата. Кондуит из поликапролактона с коллагеновым гелем и нитями фиброина шелка может быть использован для замещения дефектов нервных стволов.

1. Lee S. K., Wolfe S. W. Peripheral nerve injury and repair. J. Am. Acad. Orthop. Surg. 2000;8(4):243–252.

2. Navarro X. Functional evaluation of peripheral nerve regeneration and target reinnervation in animal models: a critical overview. Eur. J. Neurosci. Epub ahead of print. 2015. Doi: 10.1111/ejn.13033.

3. Lu M.-C. et al. Evaluation of a multi-layer microbraided polylactic acid fiber-reinforced conduit for peripheral nerve regeneration. J Mater Sci Mater Med. 2009;20(5):1175– 1180.

4. Menorca R. M. G., Fussell T. S., Elfar J. C. Nerve physiology: mechanisms of injury and recovery. Hand Clin. 2013;29(3)317–330. Doi: 10.1016/j.hcl.2013.04.002.

5. Ertürk A. et al. Disorganized microtubules underlie the formation of retraction bulbs and the failure of axonal regeneration. J Neurosci. 2007;27(34):9169–9180. Doi: 10.1523/JNEUROSCI.0612-07.2007

6. Meek M. F., Coert J. H. US Food and Drug Administration/ Conformit Europe-approved absorbable nerve conduits for clinical repair of peripheral and cranial nerves. Ann Plast Surg. 2008;60(1):110–116.

7. Evans G. R. D. et al. Bioactive poly (l-lactic acid) conduits seeded with Schwann cells for peripheral nerve regeneration. Biomaterials. 2002;23(3):841–848. Doi: 10.1016/s0142-9612(01)00190-9.

8. Goulart C. O. et al. Evaluation of biodegradable polymer conduits – poly(llactic acid) – for guiding sciatic nerve regeneration in mice. Methods. 2016;99:28–36. Doi: 10.1016/j.ymeth.2015.09.008.

9. Matsumine H. et al. A polylactic acid non-woven nerve conduit for facial nerve regeneration in rats. J Tissue Eng Regen Med. 2014;8(6):454–462. Doi: 10.1016/j.ymeth.2015.09.008.

10. Simon J. A., Ricci J. L., Di Cesare P. E. Bioresorbable fracture fixation in orthopedics: a comprehensive review. Part II: Clinical studies. Am J Orthop (Belle Mead NJ). 1997;26(11):754–762.

11. Николаев С. И., Галлямов А. Р., Мамин Г. В. и др. Кондуит нерва на основе поли(s-капролактона) и локальная доставка генов vegf и fgf2 стимулируют нейрорегенерацию // Клеточные технологии в биол. и мед. 2014. № 1. С. 44–49.

12. Chang C. J. The effect of pulse-released nerve growth factorfrom genipin-crosslinked gelatin in schwann cellseeded polycaprolactone conduits on large-gap peripheral nerve regeneration. Tissue Eng. Part A. 2009;15(3):547– 557. Doi: 10.1089/ten.tea.2007.0342.

13. Vroman I., Tighzert L. Biodegradable Polymers. Materials. 2009;2(2):307–344. Doi: 10.3390/ma2020307.

14. Gunatillake P. Biodegradable synthetic polymers for tissue engineering. Eur Cell Mater. 2003;5:1–16. Doi:10.22203/ecm.v005a01.

15. Jiang X. et al. Current applications and future perspectives of artificial nerve conduits. Exp Neurol. 2010;223(1):86– 101. Doi: 10.1016/j.expneurol.2009.09.009.

16. Newman K. D. et al. Bioactive hydrogel-filament scaffolds for nerve repair and regeneration. Int J Artif Organs. 2006;29(11):1082–1091. Doi: 10.1177/0391398806029011 09.

17. Chew S. Y. et al. Aligned Protein-Polymer Composite Fibers Enhance Nerve Regeneration: A Potential TissueEngineering Platform. Adv Funct Mater. 2007;17(8):1288– 1296. Doi: 10.1002/adfm.200600441.

18. Radtke C. Natural Occurring Silks and Their Analogues as Materials for Nerve Conduits. Int J Mol Sci. 2016;17(10):1754. Doi:10.3390/ijms17101754.

19. Cao Y., Wang B. Biodegradation of Silk Biomaterials. Int J Mol Sci. 2009;10(4):1514–1524. Doi: 10.3390/ ijms10041514.

20. Zhao Y. et al. Biocompatibility evaluation of electrospun silk fibroin nanofibrous mats with primarily cultured rat hippocampal neurons. Biomed Mater Eng. 2013;23(6):545–554. Doi: 10.3390/ijms10041514.

21. Pace L. A., Plate J. F., Mannava S. et al. A human hair keratin hydrogel scaffold enhances median nerve regeneration in nonhuman primates: an electrophysiological and histological study. Tissue Engineering. Part A. 2014;20(3-4):507–517. Doi: 10.1089/ ten.TEA.2013.0084.

22. Archibald S.J. et al. Monkey median nerve repaired by nerve graft or collagen nerve guide tube. J Neurosci. 1995;15(5):4109–4123. Doi: 10.1523/ JNEUROSCI.15-05-04109.1995.

23. Lv D., Zhou L., Zheng X., Hu Y. Sustained release of collagen VI potentiates sciatic nerve regeneration by modulating macrophage phenotype. The European Journal of Neuroscience. 2017;45(10):1258–1267. Doi: 10.1111/ejn.13558.

24. Xu Y. et al. A Silk Fibroin/Collagen Nerve Scaffold Seeded with a CoCulture of Schwann Cells and Adipose-Derived Stem Cells for Sciatic Nerve Regeneration. PLoS One. 2016;11(1):e0147184.

25. Покровкий В. М., Арделян А. Н. и др. Обоснование выбора методики функциональной оценки регенерации нерва при замещении дефекта биосинтетическим аналогом // Мед. вестн. Северного Кавказа. 2023. Т. 18, № № 3. С. 338–342. Doi: 10.14300/mnnc.2023.18080.

26. Ласков В. Б. Определение скорости регенерации нерва в эксперименте// Патолог. физиология и эксперимент. терапия. 1986. № 3. С. 73–77.