Экспрессия белка плотных контактов клаудина гематоэнцефалического барьера у пациентов с фармакорезистентной эпилепсией

ВВЕДЕНИЕ. Эпилепсия является серьезной проблемой для здравоохранения во всем мире. Несмотря на существование противоэпилептических лекарственных средств, более чем у 30 % пациентов заболевание прогрессирует до формирования лекарственно-устойчивой эпилепсии и нуждается в хирургическом лечении. На сегодняшний день известно, что нарушение целостности гематоэнцефалического барьера (ГЭБ) является одним из признаков патологии. Согласно литературным данным, у экспериментальных животных степень нарушения ГЭБ коррелирует с тяжестью эпилептических припадков. Огромный интерес вызывают изменения в плотных контактах, в частности, изменения количества белка клаудина-5, который является одним из основных компонентов ГЭБ.
ЦЕЛЬ. Определить изменения иммунореактивности клаудина-5 в структурах мозга у пациентов с фармакорезистентной эпилепсией (ФРЭ).
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ. Ретроспективно исследован биопсийный материал фрагментов височной доли, полученный интраоперационно от 15 пациентов (5 женщин, 10 мужчин) с локально обусловленной ФРЭ в возрасте от 20 до 42 лет, средний возраст – 28,7 года. В качестве группы сравнения использовали аутопсийный материал от 6 пациентов, умерших от соматических заболеваний и не имевших в анамнезе неврологических расстройств. Из них 1 женщина, 5 мужчин, средний возраст – 51 год. Изучали гистологические срезы, окрашенные гематоксилином и эозином, а также результаты иммуногистохимических (ИГХ) реакций с антителами к клаудину. Оценка результата реакции проводилась путем подсчета денситометрической плотности окрашенных базальных мембран сосудов в 10 полях зрения коры и белого вещества резецированной височной доли в каждом. Статистический анализ осуществлен с помощью программы Statistica v.10. Поскольку нормальное распределение получено не было, для статистического анализа использовали методы непараметрической статистики, различие считалось достоверным при p<0,05.
РЕЗУЛЬТАТЫ. При изучении гистологического материала у всех пациентов верифицирована фокальная кортикальная дисплазия (ФКД), самым частым вариантом которой была ФКД Ic-типа с нарушением тангенциальной и радиальной ламинации – 7 (46,7 %) случаев. При проведении ИГХ-реакций с клаудином выявлена его иммунопозитивность в стенках сосудов у пациентов с ФРЭ. Обнаружены истончение базальной мембраны сосудов, ее деформация и грубые дефекты по типу «изъеденной молью». При исследовании денситометрической плотности клаудин-позитивных сосудов в коре и белом веществе височной доли у пациентов с ФРЭ выявлены следующие результаты. В коре ее уровень составил 0,072–0,554 (μ=(0,267±0,088)), а в белом веществе – 0,048–0,528 (μ=(0,181±0,064)). При статистической обработке данных выявлено, что выраженность экспрессии клаудина в белом веществе у больных с ФРЭ и в группе сравнения значимо не различается (p-value = 0,43), однако в коре получено значимое различие по U-критерию Манна – Уитни: p-value = 0,01. При проведении корреляционного анализа между уровнями экспрессии клаудина в коре и белом веществе пациентов с ФРЭ получены следующие результаты. Коэффициент корреляции Спирмена составил –0,56, что при трактовке силы связи между двумя наблюдаемыми величинами, согласно шкале Чеддока, характеризует данную связь как отрицательную средней силы.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ. У пациентов с фармакорезистентной эпилепсией наблюдается снижение иммунореактивности клаудина-5 в коре головного мозга. Дефекты белков плотных контактов, с преимущественным влиянием на корковые сосуды, могут быть как первичным, так и вторичным фактором эпилепсии, и потенциально могут быть терапевтической целью в этой группе пациентов.

1. Sone D. Making the Invisible Visible: Advanced Neuroimaging Techniques in Focal Epilepsy. Front Neurosci. 2021;(15):699176. Doi: 10.3389/fnins.2021.699176.

2. Асатрян Э. А. и др. Диагностика и результаты хирургического лечения эпилепсии у детей со структурными изменениями головного мозга // Эпилепсия и пароксизмальные состояния. 2017. Т. 9, № 1. C. 40–50.

3. Деньгина Н. О. и др. Социальный портрет пациентов нейрохирургического стационара с фармакорезистентной эпилепсией // Рос. нейрохирург. журн. им. проф А Л. Поленова. 2023. Т. XV, № 2. C. 27–33.

4. Одинцова Г. В. и др. «Эпилепсия 90–80–70»: Межсекторальный глобальный план действий по эпилепсии и другим неврологическим расстройствам (2022–2031 гг.) // Трансляц. мед. 2023. Т. 10, № 4. C. 285–292.

5. Greene C., Hanley N., Campbell M. Claudin-5: gatekeeper of neurological function. Fluids Barriers CNS. 2019;16(1):3. Doi: 10.1186/s12987-019-0123-z.

6. Lochhead J. J., Yang J., Ronaldson P. T., Davis T. P. Structure, Function, and Regulation of the Blood-Brain Barrier Tight Junction in Central Nervous System Disorders. Front Physiol. 2020;(11):914. Doi: 10.3389/fphys.2020.00914.

7. Zabrodskaya Y., Paramonova N., Litovchenko A., Bazhanova E., Gerasimov A., Sitovskaya D., Nezdorovina V., Kravtsova S., Malyshev S., Skiteva E., Samochernykh K. K. Neuroinflammatory Dysfunction of the Blood-Brain Barrier and Basement Membrane Dysplasia Play a Role in the Development of Drug-Resistant Epilepsy. Int J Mol Sci. 2023;24(16):12689. Doi: 10.3390/ijms241612689.

8. Scalise A. A., Kakogiannos N., Zanardi F., Iannelli F., Giannotta M. The blood-brain and gut-vascular barriers: from the perspective of claudins. Tissue Barriers. 2021;9(3):1926190. Doi: 10.1080/21688370.2021.1926190.

9. Greene C., Hanley N., Reschke C. R., Reddy A., Mäe M. A., Connolly R., Behan C., O’Keeffe E., Bolger I., Hudson N., Delaney C., Farrell M. A., O’Brien D. F., Cryan J., Brett F. M., Beausang A., Betsholtz C., Henshall D. C., Doherty C. P., Campbell M. Microvascular stabilization via blood-brain barrier regulation prevents seizure activity. Nat Commun. 2022;13(1):2003. Doi: 10.1038/s41467-022-29657-y

10. Camilo O., Goldstein L. B. Seizures and epilepsy after ischemic stroke. Stroke. 2004;35(7):1769–1775.

11. Gasparini S. et al. Late epileptic seizures following cerebral venous thrombosis: a systematic review and meta-analysis. Neurological Sciences. 2022;43(9): 5229–5236.

12. Deshwar A. R., Cytrynbaum C., Murthy H., Zon J., Chitayat D., Volpatti J., Newbury-Ecob R, Ellard S., Allen H. L., Yu E. P., Noche R., Walker S., Scherer S. W., Mahida S., Elitt C. M., Nicolas G., Goldenberg A., Saugier-Veber P., Lecoquierre F., Dabaj I., Meddaugh H., Marble M., Keppler-Noreuil K. M., Drayson L., Barañano K. W., Chassevent A., Agre K., Létard P., Bilan F., Le Guyader G., Laquerrière A., Ramsey K., Henderson L., Brady L., Tarnopolsky M., Bainbridge M., Friedman J., Capri Y., Athayde L., Kok F., Gurgel-Giannetti J., Ramos L. L. P., Blaser S., Dowling J. J., Weksberg R. Variants in CLDN5 cause a syndrome characterized by seizures, microcephaly and brain calcifications. Brain. 2023;146(6):2285–2297. Doi: 10.1093/brain/awac461.

13. Hashimoto Y., Greene C., Munnich A., Campbell M. The CLDN5 gene at the blood-brain barrier in health and disease. Fluids Barriers CNS. 2023;20(1):22. Doi: 10.1186/s12987-023-00424-5.

14. Daneman R., Zhou L., Agalliu D., Cahoy J. D., Kaushal A., Barres B. A. The mouse blood-brain barrier transcriptome: a new resource for understanding the development and function of brain endothelial cells. PLoS One. 2010;5(10):e13741. Doi: 10.1371/journal.pone.0013741.

15. Wen H., Watry D. D., Marcondes M. C., Fox H. S. Selective decrease in paracellular conductance of tight junctions: role of the first extracellular domain of claudin-5. Mol Cell Biol. 2004;24(19):8408–8417. Doi: 10.1128/MCB.24.19.8408-8417.2004.

16. Blasig I. E., Winkler L., Lassowski B., Mueller S. L., Zuleger N., Krause E., Krause G., Gast K., Kolbe M., Piontek J. On the self-association potential of transmembrane tight junction proteins. Cell Mol Life Sci. 2006;63(4):505–514. Doi: 10.1007/s00018-005-5472-x.

17. Lal-Nag M., Morin P. J. The claudins. Genome Biol. 2009;10(8):235. Doi: 10.1186/gb-2009-10-8-235.

18. Günzel D., Yu A. S. Claudins and the modulation of tight junction permeability. Physiol Rev. 2013;93(2):525–569. Doi: 10.1152/physrev.00019.2012.

19. Ishizaki T., Chiba H., Kojima T., Fujibe M., Soma T., Miyajima H., Nagasawa K., Wada I., Sawada N. Cyclic AMP induces phosphorylation of claudin-5 immunoprecipitates and expression of claudin-5 gene in blood-brain-barrier endothelial cells via protein kinase A-dependent and -independent pathways. Exp Cell Res. 2003;290(2):275–288. Doi: 10.1016/s0014-4827(03)00354-9.

20. Soma T., Chiba H., Kato-Mori Y., Wada T., Yamashita T., Kojima T., Sawada N. Thr(207) of claudin-5 is involved in size-selective loosening of the endothelial barrier by cyclic AMP. Exp Cell Res. 2004;300(1):202–212. Doi: 10.1016/j.yexcr.2004.07.012.

21. Overgaard C. E., Daugherty B. L., Mitchell L. A., Koval M. Claudins: control of barrier function and regulation in response to oxidant stress. Antioxid Redox Signal. 2011;15(5):1179–1193. Doi: 10.1089/ars.2011.3893.

22. Liu J. Y., Thom M., Catarino C. B., Martinian L., Figarella-Branger D., Bartolomei F., Koepp M., Sisodiya S. M. Neuropathology of the blood-brain barrier and pharmaco-resistance in human epilepsy. Brain. 2012;135(Pt 10):3115–3133. Doi: 10.1093/brain/aws147.

23. Takehiro Nitta, Masaki Hata, Shimpei Gotoh, Yoshiteru Seo, Hiroyuki Sasaki, Nobuo Hashimoto, Mikio Furuse, Shoichiro Tsukita. Size-selective loosening of the bloodbrain barrier in claudin-5–deficient mice. J Cell Biol. 2003;161(3):653–660. Doi: https://doi.org/10.1083/jcb.200302070.

24. Rajeswarie R. T. et al. Evaluating the role of perilesional tissue in pathobiology of epileptogenesis of vascular malformations of the central nervous system. Journal of Epilepsy Research. 2022;12(2):53.

25. van Lanen R. H. G. J. et al. Microvascular changes associated with epilepsy: a narrative review. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 2021;41(10):2492–2509.